Tuberculosis del olivo
Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi
Categoría
Nombre de la enfermedad: Tuberculosis, verrugas, tumores o agallas del olivo (en inglés “olive knot”).
Tipo de enfermedad: Hipertrofia e hiperplasia de tejidos vegetales.
Patógeno: Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. Bacteria aerobia, Gram-negativa, móvil, con entre uno y cuatro flagelos polares. Se considera una variante patogénica o patovar (pv.) de la especie P. savastanoi, que afecta además de olivo a otras oleáceas, como aligustre, fresno y jazmín, y a especies de otras familias botánicas, como adelfa, granado y mirto.
Clasificación del patógeno: Bacteria, Pseudomonadota, Gammaproteobacteria, Pseudomonadales, Pseudomonadaceae.
Diagnóstico: Enfermedad de fácil diagnóstico gracias a los tumores o agallas característicos que constituyen el síntoma principal de la enfermedad. La identificación del patógeno se realiza actualmente mediante el empleo de técnicas moleculares (PCR).
Ciclo biológico: La bacteria sobrevive en los tumores, desde donde, en presencia de agua libre, produce exudados que son dispersados por la lluvia. Presenta además una fase epífita, pudiendo vivir y multiplicarse sin causar infección. Los máximos de esta población se alcanzan en primavera y otoño. Requiere de la presencia de heridas para infectar y causar los tumores.
Métodos de control: Gestión integrada que incluye medidas legislativas, prácticas culturales, resistencia genética y aplicación de productos químicos, especialmente sales de cobre, de efecto bactericida. En la Unión Europea no está autorizado el uso de antibióticos. Se han evaluado numerosos microorganismos con efecto antagonista frente al patógeno, e incluso se ha demostrado la eficacia de bacteriocinas con actividad antibiótica producidas por aislados no patogénicos de P. savastanoi, aunque hasta el momento no se dispone de métodos biológicos suficientemente eficaces para su aplicación en campo.
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La tuberculosis está considerada como una de las enfermedades más importantes y ubicuas del olivo (Young, 2004; Surico y Marchi, 2011; Quesada et al., 2012). No obstante, resulta dificultoso estimar el impacto económico de esta enfermedad, que provoca distintos perjuicios en el olivar: defoliación, desecación de brotes y ramas por anillamiento del tumor, menor vigor y crecimiento de la planta, y un empeoramiento del sabor del fruto, con el detrimento correspondiente en la calidad del aceite, así como morfologías anómalas en el mismo (Tjamos et al., 1993; Fichtner, 2016). Además, puede inhibir la floración y afectar negativamente al tamaño del fruto (Young, 2004), ocasionando cuantiosas pérdidas en la producción de aceituna (Schroth et al., 1973; De Andrés, 1991).
Los datos cuantitativos sobre rendimiento y otros parámetros son bastante escasos (Iacobellis, 2001), aunque se han llevado a cabo algunos estudios en España e Italia (Young, 2004), pero las publicaciones que más datos han aportado sobre el perjuicio económico de esta enfermedad tuvieron lugar en California entre finales de la década de 1960 y principios de los 70. En Andalucía se han estimado pérdidas globales del 1,33% de la producción debido a la tuberculosis (De Andrés, 1991), situando a esta enfermedad tercera en importancia tras el repilo y la antracnosis; no obstante, en plantaciones afectadas severamente por el patógeno se han registrado pérdidas de producción cercanas al 70% (De Andrés, 1991). Por otra parte, Schroth et al. (1973) detectaron importantes pérdidas en California, con una reducción media en el rendimiento del 22% entre distintos niveles de severidad de la enfermedad (infección leve e infección moderada). Dichas pérdidas fueron inequívocamente asociadas a dos sucesos: un menor número de aceitunas en los árboles infectados por la enfermedad y un menor calibre de las mismas. Debido a este último factor, se estimó una reducción de un 25,8% de los ingresos.
La bacteria causante de esta enfermedad se encuentra presente en la gran mayoría de las zonas donde se cultiva el olivo (Quesada et al., 2012; Surico y Marchi, 2011; Ramos et al., 2012), debido a su facilidad para mantenerse como epífita o latente en olivos asintomáticos, lo que ha facilitado su dispersión a larga distancia mediante el material de plantación. Su capacidad para adaptarse a distintas condiciones le permite sobrevivir en zonas climáticas muy variadas, si bien su desarrollo y dispersión se facilita en lugares con temperaturas suaves y altas precipitaciones (Ramos et al., 2012). Como consecuencia de su ubicuidad, se han encontrado cepas de esta bacteria infectando plantas en lugares tan inhóspitos como el Himalaya (Balestra et al., 2009). A día de hoy, aún siguen conociéndose nuevos lugares donde la bacteria causante de esta enfermedad se halla presente. Las últimas detecciones datan de 2015, en Japón y Eslovenia.
El síntoma más común y conocido, que permite el diagnóstico inmediato, son las características tumoraciones globosas o “tubérculos” (alusión al principal nombre común), de hasta varios centímetros de diámetro, fácilmente perceptibles, sobre troncos, tallos, ramas y brotes y rara vez sobre hojas, pedúnculos y frutos (Fig. 1). En estos últimos, la infección suele producirse en verano, causando manchas de 0.2 a 3 mm de diámetro, que inicialmente son de color marrón y después se oscurecen y quedan deprimidas (Trapero et al., 2017).
Los tumores, que pueden tardar en aparecer desde pocas semanas hasta varios meses después de la infección (Young, 2004), son una hiperplasia de tejido vegetal producida por un desequilibrio hormonal en la planta causado por la producción bacteriana de ácido indol-3-acético (IAA) y citoquininas (Ramos et al., 2012), habiéndose asociado con genes hrp/hrc (Sisto et al., 2004). Los avances en el conocimiento del genoma de la bacteria y su comparación con otros genomas de Pseudomonas están propiciando el descubrimiento de nuevos determinantes de patogenicidad y de virulencia, como los Type III Secretion Systems (T3SS), proteínas efectoras, polisacáridos extracelulares, toxinas, metabolismo de moléculas que forman parte de los mecanismos de defensa de la planta, interacción entre auxinas y citoquininas, participación de otras hormonas como el etileno, plásmidos y secuencias de inserción, etc. (Marchi et al., 2011).
Tras la colonización de la planta por parte de la bacteria tiene lugar la degradación de las células vegetales adyacentes a ella (Quesada et al., 2012), formándose una cavidad deprimida de varios milímetros de tamaño en el lugar de la infección. El tejido vegetal desarrollado de esta forma tiene al principio una consistencia tierna, superficie lisa y color verdoso, mientras que continúa su desarrollo y se cierra sobre la herida, adquiriendo una forma globosa. Dicho tejido se lignifica con el paso del tiempo, llenándose de irregularidades y cavidades, adquiriendo una coloración oscura y pudiendo servir de refugio a insectos (Trapero et al., 2017).
Aunque el diagnóstico de la enfermedad no presenta dificultades debido a sus síntomas característicos, la detección de las infecciones latentes y la cuantificación de las poblaciones epifíticas en los tejidos de olivo requieren el aislamiento e identificación de la bacteria (Fig. 2). Para ello, se han utilizado medios de cultivo selectivos o semiselectivos y diversos test bioquímicos y fisiológicos (Surico y Marchi, 2011). No obstante, la aplicación de técnicas moleculares basadas en la reacción PCR anidada ha mejorado notablemente la detección y cuantificación de la bacteria en los tejidos de olivo asintomáticos (Bertolini et al., 2003b), por lo que ya es el método utilizado habitualmente y no es necesario el aislamiento de la bacteria.
La bacteria causante de la tuberculosis del olivo se denomina actualmente Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi (en adelante Psv) considerándose una variante patogénica o patovar (pv.) de la especie P. savastanoi. Esta especie es una de las primeras bacterias fitopatógenas que fue aislada e identificada y ha sido designada de multitud de maneras a lo largo de las décadas, confundida con otras bacterias y profusamente reclasificada.
La bacteria posee de 1 a 4 flagelos polares y pertenece al grupo de las pseudomonas fluorescentes, llamadas así porque producen fluorescencia al ser expuestas en el medio de cultivo bajo luz próxima a ultravioleta, aunque existen aislados patogénicos sobre olivo que carecen de esta capacidad.
Además de olivo, afecta a otras especies de las oleáceas, pero también de plantas no oleáceas, como la adelfa; y en inoculaciones artificiales se ha probado su patogenicidad incluso sobre huéspedes herbáceos de las solanáceas, fabáceas, crucíferas y compuestas, que podrían tener algún papel en la epidemiología de la enfermedad. Los aislados procedentes de adelfa producen tumores en olivo, pero no al contrario en la mayoría de los casos. Las características diferenciales de P.s. savastanoi descritas en la literatura avalan la variabilidad mencionada y han llevado a algunos fitobacteriólogos a identificarla como una especie diferente, separada del complejo Pseudomonas syringae en el que se venía clasificando. Dentro de la especie P. savastanoi se reconocen seis patovares: fraxini (fresno), glycinea (soja), nerii (adelfa), phaseolicola (judía), retacarpa (retama) y savastanoi (olivo) (Scortichini et al., 2004). Incluso dentro del patovar savastanoi se han descrito diversos huéspedes, además de olivo y acebuche, como adelfa, jazmín, fontanesia, mirto y granado (Mirik et al., 2011; Bozkurt et al., 2014).
La variabilidad fenotípica, genética y patogénica que se expresa en los diferentes patovares y huéspedes de la especie P. savastanoi también ocurre para el patovar savastanoi en olivo, para el que se han descrito desde aislados altamente virulentos hasta aislados no virulentos (Surico y Marchi, 2011; Ramos et al., 2012; Nguyen et al., 2018a). No obstante, la diversidad genética observada en las poblaciones de la bacteria no se corresponde con la diversidad genética detectada en las variedades de olivo, al menos en Italia, lo que sugiere que el patosistema O. europaea – Psv no representa un caso de coevolución planta-patógeno, sino de asociación por colonización (Scortichini et al., 2004). La elevada variabilidad patogénica de Psv ha dado lugar a interacciones entre aislados y cultivares. Así, en inoculaciones artificiales se identificaron variedades muy susceptibles a una cepa determinada, pero a su vez resistentes a otra cepa de la bacteria (Penyalver et al., 2006). Fruto de esta variabilidad genética es también el desarrollo de cepas tolerantes al cobre (Teviotdale y Krueger, 1998; Roca et al., 2014). Afortunadamente, las primeras cepas que se detectaron resistentes a cobre resultaron poco virulentas, pero recientemente se han descrito cepas resistentes tan virulentas como las sensibles a cobre (Nguyen et al., 2018b), lo que supone una gran limitación para el control químico de la enfermedad.
Otro aspecto esencial de la etiología de esta enfermedad, que la diferencia de otras enfermedades, es que habitualmente la bacteria patógena no actúa en solitario, sino asociada a un consorcio de microorganismos, bacterias y hongos, los cuales modulan la patogénesis y supervivencia de la bacteria, determinando la gravedad de las infecciones y de los síntomas en olivo (Surico y Marchi, 2011; Buonaurio et al., 2015). Este hecho, que ya fue puesto de manifiesto desde los trabajos pioneros de Savastano, cuando se demostró la controvertida naturaleza bacteriana del agente causal de la tuberculosis del olivo, está adquiriendo mayor relevancia actualmente. Incluso, se ha acuñado un nuevo término, patobioma, para designar a la comunidad microbiana (eucariotas, procariotas y virus) alterada en animales y plantas que influye en la inmunidad y capacidad de defensa del huésped modificando su susceptibilidad a determinados patógenos, lo que ha motivado que el paradigma de un patógeno−una enfermedad sea insuficiente para explicar muchas enfermedades (Bass et al., 2019). Por ello, el conocimiento de los microorganismos implicados en este consorcio, sus interacciones y sus mecanismos de acción se considera fundamental para diseñar estrategias para el control de la enfermedad, como la búsqueda de antagonistas del patógeno (Varvaro y Martella, 1993; Mina et al., 2020a) y de variedades menos susceptibles (Mina et al., 2020b; Licciardello et al., 2023).
La bacteria sobrevive en la planta de una estación a otra en el interior de los tumores o bien de forma epífita; aunque se ha descrito también una colonización sistémica dentro de la planta, pero esta parece poco frecuente y limitada. La penetración en la planta se realiza a través de las aberturas disponibles, ya sean naturales —como los estomas— o bien por heridas, aunque únicamente puede iniciar el proceso infectivo en el segundo caso. Consecuentemente, depende en gran medida de sucesos o agentes causantes de heridas como la caída de hojas, granizo, heladas, insectos, patógenos o actividades de naturaleza antrópica, tales como la poda o el vareo de ramas durante la recolección. Con frecuencia, los aumentos espectaculares de la enfermedad ocurren tras fuertes episodios de granizo, heladas o asociados a los daños de la recolección (Fig. 3).
Para facilitar su dispersión, Psv produce exudados bacterianos en los tumores. Su difusión aumenta, pues, en días lluviosos, especialmente si vienen acompañados de temperaturas moderadas. Teniendo en cuenta que la formación de tumores solo es posible durante la estación de crecimiento de la planta, resulta frecuente que una infección producida en invierno no ocasione el desarrollo hiperplásico en el hospedante hasta la primavera siguiente, en tanto que en infecciones de primavera y verano, el tumor puede producirse en 10-14 días (Fig. 4). El rango de temperaturas para la infección es de 4 a 38º C, con el óptimo en 23-24º C (Trapero et al., 2017).
La dispersión de la bacteria a gran distancia está asegurada por el traslado de material vegetal asintomático portador de la bacteria. En estos casos la bacteria puede estar en la planta como epífita, pero también como endófita mediante infecciones latentes producidas en vivero. Este hecho tiene especial relevancia, ya que puede dar lugar a graves ataques de la enfermedad tras la plantación en el terreno definitivo (Fig. 5). A corta distancia, la bacteria puede dispersarse de una planta a otra en aerosoles y herramientas de poda. También pájaros y la mosca del olivo pueden contribuir a su dispersión, aunque con una importancia menor.
Las condiciones climáticas tienen un claro efecto sobre la incidencia y severidad de la enfermedad. Las zonas con abundantes lluvias durante la estación primaveral y con riesgo de heladas tardías o granizo son las más afectadas. El efecto de las heladas en la producción de heridas puede verse acentuado por la presencia de bacterias nucleantes de hielo en la superficie del tejido (p. ej. Erwinia herbicola, Pseudomonas fluorescens). En olivo se han descrito agentes nucleantes, pero no están relacionados con Psv ni parecen ser de naturaleza bacteriana (Trapero et al., 2017).
La gestión integrada de la tuberculosis para prevenir la infección y mitigar el desarrollo de la enfermedad debe contemplar todos los métodos disponibles, incluyendo medidas legislativas, prácticas culturales, resistencia genética y control químico. Las soluciones biológicas todavía no están disponibles para el cultivo, aunque se están intensificando las investigaciones para lograr este objetivo.
Medidas legislativas
El principal vector de difusión a larga distancia de la enfermedad es el transporte de material vegetal portador de la bacteria, ello unido a la necesidad de evitar la dispersión de un grave patógeno emergente como Verticillium dahliae y al creciente interés en la calidad del material vegetal a emplear en las explotaciones, dio lugar a una normativa española de certificación de plantas de vivero de olivo en 1999 (Chomé, 2004). No obstante, al tratarse de un programa voluntario, la incorporación de los viveros a dicha certificación ha sido escasa y lenta. El material certificado debe someterse a distintos análisis de laboratorio, especialmente moleculares, para garantizar la ausencia de fitófagos y patógenos varios, entre los que se encuentra Psv (MAGRAMA 2012). Para facilitar la detección rápida y fiable de Psv, junto a los cuatro virus que infectan olivo y que contempla el programa de certificación español, se dispone de una técnica molecular altamente específica y sensitiva (Bertolini et al., 2003a). En el caso de Psv, esta técnica permite detectar tanto la población epífita como las infecciones latentes. Utilizando esta técnica, en una prospección realizada por el Servicio de Sanidad Vegetal de la Junta de Andalucía durante la campaña 2006/2007 en viveros no incluidos en el programa de certificación, se determinó que el 27,6% de la planta producida era portadora (infectada o infestada) de Psv. Además, las plantas con infecciones latentes asociadas a heridas pueden dar lugar a graves ataques de tuberculosis después de la plantación (Fig. 5). Por todo ello, el empleo de planta certificada debe considerarse como una medida preventiva fundamental en las nuevas plantaciones.
Prácticas culturales
Las primeras medidas de control de la tuberculosis que aparecen descritas en la bibliografía se engloban en este apartado. Desde muy antiguo se observó que la eliminación de las ramas con tumores contribuía a reducir la incidencia de la enfermedad en años posteriores. Hoy día se conoce que este método de saneamiento puede contribuir positivamente al control de la enfermedad en campo, si bien resulta inviable retirar todos los tumores en plantaciones con una alta incidencia. Por ello, se recomienda eliminar solo las ramas más gravemente afectadas. No obstante, el saneamiento no deberá llevarse a cabo durante la época lluviosa, pues las heridas que se ocasionen en el proceso podrán infectarse rápidamente. En caso de infección muy severa, podría plantearse la posibilidad de eliminar la planta entera, pues podría suponer una fuente importante de inóculo. También se incide habitualmente en la importancia de controlar simultáneamente enfermedades y fitófagos que agraven este problema, como el repilo, que origina defoliaciones importantes del árbol (Trapero et al., 2017).
Una recomendación muy común para el olivicultor es llevar a cabo una desinfestación de las herramientas de poda, conocido el papel del agricultor en la dispersión de la bacteria mediante esta labor. Para ello, será suficiente con una esterilización manual de las herramientas entre árbol y árbol, sumergiendo las herramientas en un recipiente con una solución bactericida, como lejía al 10% o alcohol al 70% en agua. Otras medidas recomendables son efectuar la poda en tiempo seco, pues el riesgo de infección de las heridas será menor, así como dirigir la poda desde árboles sanos o menos afectados por la enfermedad hacia los más severamente afectados (Trapero et al., 2017).
También reviste una gran importancia el modo en que se realiza la recolección, puesto que no todos los métodos disponibles originan la misma cantidad de heridas en las plantas: de esta forma, los métodos manuales y semi-mecanizados dañarán menos los árboles que el tradicional vareo de ramas (Civantos, 2008), mientras que serán los sistemas de olivar en seto de alta densidad y recolección mecanizada aquellos en los que se originará un mayor número de heridas, pudiendo tener las mismas un mayor tamaño (Trapero, 2007). De hecho, la creciente implantación de las plantaciones en seto en zonas favorables para la tuberculosis ha convertido a esta enfermedad en un factor limitante de este sistema de cultivo. Dada la importancia de los daños durante la recolección en la incidencia y severidad de la tuberculosis, se recomienda la desinfestación de la maquinaria empleada (peines, cosechadoras cabalgantes) al pasar de zonas afectadas a no afectadas, al igual que se recomienda para las herramientas de poda.
Por último, una de las recomendaciones habituales para el control de la enfermedad es mantener una nutrición equilibrada de los olivos, evitando el exceso de N y la alcalinidad del suelo, que parecen favorecer el desarrollo de la tuberculosis (De Andrés, 1991).
Resistencia genética
Desde las primeras referencias sobre esta enfermedad se ha destacado que ciertas variedades de olivo resultaban más susceptibles a la tuberculosis que otras. No obstante, la información disponible sobre susceptibilidad varietal a la tuberculosis es escasa y procede, generalmente, de observaciones de campo en colecciones y ensayos comparativos de cultivares, lo que ha generado bastante confusión al estar basada en diferentes situaciones agronómicas y climáticas (Trapero et al., 2017). Una prueba de esta confusión es la información disponible sobre la susceptibilidad de variedades de olivo a tuberculosis en la base de datos “Olive Germplasma (Olea europea L.)” (www.oleadab.it/olivodb.html), cuya actualización de 2008 comprende 1520 publicaciones relativas a 1250 cultivares en 54 países. De este gran número de variedades, tan solo se dispone de información sobre susceptibilidad a la tuberculosis en 237 variedades y, en estos casos, es frecuente que una misma variedad aparezca clasificada en varias de las tres categorías de susceptibilidad establecidas: alta, media y baja. En general, cabe destacar que no hay ningún cultivar completamente resistente y que existe una gradación continua en la susceptibilidad, aunque la clasificación en estas tres categorías artificiales puede ayudar a separar los cultivares por su susceptibilidad.
En la Tabla 1 se resume la información disponible para los cultivares españoles en dicha base de datos. Además, esta información se ha completado con la monografía sobre variedades de olivo en España (Rallo et al., 2005), que comprende algunas variedades no incluidas en esta base de datos. En total, la Tabla 1 comprende 64 cultivares españoles clasificados en las tres categorías de susceptibilidad, a los que se han añadido 13 cultivares de otros países con fines comparativos y por ser conocidos en España. Aunque a efectos prácticos es aceptable la clasificación en tres categorías de susceptibilidad, los límites entre categorías no son estrictos, por los que algunos cultivares pueden ser clasificados en diferentes categorías, dependiendo de la fuente de información. Así, cultivares como ‘Arbequina’, ‘Gordal Sevillana’ o ‘Picual’ han sido clasificados en las tres categorías de susceptibilidad (alta, media, baja), considerando las diferentes publicaciones. Por ello, en la clasificación que se presenta en la Tabla 1, se ha considerado el número de las fuentes bibliográficas que la respaldan y la fiabilidad de las mismas.
Tabla 1. Susceptibilidad de cultivares de olivo a la tuberculosis causada por Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi.
| Categoría 1 | Nº | Cultivar 2 |
|---|---|---|
| Muy susceptible o Susceptible (HS) | 48 | Alameño de Cabra, Alameño de Montilla, Arbosana, Arróniz, Blanqueta, Borriolenca, Canetera, Cañivano Negro, Carrasqueño de la Sierra, Castellana, Changlot Real, Cornezuelo de Jaén, Cornicabra, Empeltre, Escarabajuelo de Posadas, Escarabajuelo de Úbeda, Galego, Gatuno, Gordal de Granada, Gordal de Hellín, Gordal Sevillana, Gordalejo, Hojiblanca, Jabaluna, Lechín de Sevilla, Limoncillo, Manzanilla de Jaén, Mz. de Montefrío, Mz. del Centro, Mz. del Piquito, Mz. de Sevilla, Mz. Prieta, Morisca, Morona, Negrillo de Arjona, Royal de Calatayud, Royal de Cazorla, Nevado Azul, Ocal, Pajarero, Picudo, Vallesa, Verdal de Alhama, Verdal de Manresa, Verdala, Verdial de Badajoz, Verdiell, Zorzariega. |
| Muy susceptible o Susceptible (HS) | 8 | Arauco o Azapa (Argentina), Barnea (Israel), Frantoio (Italia), Galega Vulgar (Portugal), Chemlal de Kabilye (Argelia), Chemlali y Chetoui (Túnez), Koroneiki (Grecia). |
| Moderadamente susceptible o Tolerante (MS) | 8 | Arbequina, Carrasqueño de Alcaudete, Chorrúo, Imperial, Llumeta, Manzanilla Cacereña, Picual, Rapasayo. |
| Moderadamente susceptible o Tolerante (MS) | 4 | Cobrançosa (Portugal), Maurino (Italia), Picholine Marroquí (Marruecos), Mission (USA). |
| Poco susceptible o Resistente (LS) | 8 | Alfafara, Farga, Mollar de Cieza, Sollana, Tomatito, Verdalón, Verdial de Alcaudete, Verdial de Huévar. |
| Poco susceptible o Resistente (LS) | 1 | Leccino (Italia). |
1La clasificación en tres categorías de susceptibilidad (HS, MS y LS) de los cultivares se sustenta en la base de datos www.oleadab.it/olivodb.html y en el libro de Rallo et al., 2005.
2Para cada categoría, se indican dos grupos separados de cultivares: españoles y extranjeros. Para estos segundos, se indica su país de origen entre paréntesis. El cultivar español representativo de cada categoría se indica en negrita.
Las discrepancias respecto a la susceptibilidad varietal que se desprenden de las observaciones de campo son habituales debido a los numerosos factores que intervienen en la infección y el desarrollo de la enfermedad. Una forma de resolver estas discrepancias es mediante inoculación artificial de plantas de olivo en condiciones controladas (Fig. 6). Esta técnica se ha utilizado para la tuberculosis del olivo con dicho fin en numerosas ocasiones (Varvaro y Surico, 1978; Benjama, 1994; Young et al., 2004; Surico y Marchi, 2011; Nguyen et al., 2018b), pero en general no se han obtenido resultados consistentes y, con frecuencia, no se corresponden con las observaciones de campo. Uno de los trabajos más completos en este sentido se realizó en el IVIA de Valencia (Penyalver et al., 2006), en el cual evaluaron la susceptibilidad a la tuberculosis de diferentes variedades de olivo habituales en la geografía española, probando varias condiciones y definiendo los principales parámetros a tener en cuenta. Entre ellos, resultaron fundamentales la edad de la planta, la densidad de inóculo utilizada y la cepa de Psv. Los dos primeros factores pueden ser estandarizados para obtener las máximas diferencias de susceptibilidad entre cultivares, pero la cepa del patógeno limita notablemente las posibilidades de estos estudios, ya que tuvo un efecto muy destacado en la respuesta de las variedades y, generalmente, no se conoce la variabilidad patogénica de Psv en las diferentes zonas olivareras. Al igual que en otras inoculaciones, los resultados de este trabajo tampoco se correspondieron con las observaciones de campo, ya que muchas de las variedades que resultaron poco susceptibles en la inoculación, como Azapa, Chemlali, Frantoio, Gordal de Hellín, Lechín de Granada, Manzanilla de Sevilla y Villalonga, se consideran susceptibles o muy susceptibles en las observaciones de campo (Tabla 1). Además, tampoco existen concordancias entre resultados de diferentes inoculaciones, lo que pone de manifiesto la complejidad de este patosistema y su dificultad de manejo en condiciones controladas.
Un factor que apenas se ha evaluado en las inoculaciones artificiales con Psv y que podría afectar a los resultados es el tipo de herida. Aunque generalmente se realiza una herida en las ramitas antes de inocular la planta, no se han evaluado diferentes tamaños, localizaciones y profundidades de estas heridas, que podrían hacer que los mecanismos de defensa o de cicatrización de la planta no se expresen en algunos casos. En uno de los pocos estudios en los que se ha considerado el tipo de herida, Nguyen et al. (2018b) compararon entre un corte del pecíolo que simulaba la caída de la hoja y un corte lateral del tallo (5×10 mm) que dejaba expuesto el tejido del cambium, para estudiar la respuesta de dos cultivares susceptibles en California, Arbequina y Manzanillo, utilizando varias dosis de inóculo. Los resultados de este estudio mostraron que Arbequina resultó claramente más susceptible que Manzanillo cuando se practicó el corte peciolar, mientras que la diferencias entre los cultivares se redujeron, llegando a anularse cuando la herida lateral se combinó con la dosis más alta de inóculo. En este trabajo, el tipo de herida también influyó en el tiempo que esta permaneció receptiva a la infección, siendo más prolongado en la herida lateral de mayor tamaño. En condiciones de campo, la naturaleza de los daños que pueden favorecer la infección por Psv son muy diferentes, desde pequeñas heridas en el pecíolo debidas a la caída de la hoja hasta grandes daños provocados por heladas o la maquinaria de recolección. En este sentido, la intensificación y mecanización del cultivo llevada a cabo durante las últimas décadas ha supuesto un incremento considerable de las heridas, sobre todo las de gran tamaño, debido a la poda y recolección mecanizadas, lo que ha motivado un aumento considerable de la tuberculosis hasta considerarla una enfermedad emergente. El caso más paradigmático es el sistema de cultivo en seto, donde la tuberculosis ha pasado a ser uno de los factores limitantes debido a la aparente extrema susceptibilidad que presentan los escasos cultivares utilizados en este sistema. En estas condiciones la percepción de la susceptibilidad varietal a tuberculosis está cambiando, ya que cultivares considerados moderadamente susceptibles en observaciones de campo, como Arbequina, se consideren como muy susceptibles debido a las condiciones más favorables para la tuberculosis en este sistema de cultivo. No obstante, esta variedad ha resultado altamente susceptible a Psv en las inoculaciones artificiales (Penyalver et al., 2006; Nguyen et al., 2018b).
Entre los agentes causantes de heridas y, por tanto, determinantes de la tuberculosis destacan también las heladas tardías y, en general, el frío. Por ello, con frecuencia se ha asociado la susceptibilidad varietal a la tuberculosis con la sensibilidad al frío (Surico y Marchi, 2011), habiéndose comprobado la existencia de una correlación significativa entre ambos parámetros (Valverde et al., 2020). No obstante, conviene resaltar que esta correlación no se cumple para todas las variedades de olivo, existiendo variedades bastante resistentes o tolerantes al frío y muy susceptibles a la tuberculosis, como ocurre por ejemplo con las variedades Arbosana, Cornicabra o Royal de Calatayud. Lo contrario también ocurre, por ejemplo, la variedad Mollar de Cieza, la cual se considera sensible al frío y muy resistente a la tuberculosis (Rallo et al., 2005). Por tanto, aunque la sensibilidad al frío y la susceptibilidad a tuberculosis sean distintos caracteres, el gran efecto del primero sobre el segundo puede determinar una falsa susceptibilidad de algunos cultivares a la tuberculosis.
Al igual que con el frío ocurre con la fuerza de retención del fruto, este es un carácter también varietal (Rallo et al., 2005) y puede estar asociado con la susceptibilidad a la tuberculosis, ya que una elevada fuerza de retención del fruto, sobre todo cuando estos son pequeños, puede dar lugar a una aparente mayor susceptibilidad a tuberculosis en estas variedades, debido al mayor daño provocado en los olivos durante su recolección. Este hecho se demostró experimentalmente en Grecia al comparar los cultivares Koroneiki y Mouratolia. El primero, de fruto pequeño y difícil desprendimiento, se consideraba más susceptible a la tuberculosis que el segundo, de fruto grande y más fácil derribo. Cuando se realizaron inoculaciones artificiales, ambos cultivares resultaron igualmente susceptibles (Panagopoulos, 1993). Una situación similar, de mayor susceptibilidad aparente que la real, podría darse con otros cultivares españoles, como Arbosana, Cornicabra y Lechín de Sevilla, que son de fruto pequeño y muy difícil desprendimiento, lo que aumenta el daño en la recolección y, por tanto, la infección por Psv. Asimismo, la diferente fuerza de retención del fruto podría explicar las diferencias de susceptibilidad a tuberculosis entre cultivares de similar tamaño de fruto, como Picual (tolerante) y Picudo (muy susceptible), el segundo con mayor dificultad de desprendimiento durante la recolección, lo que aumenta las heridas en el árbol. Una fuerza de retención del fruto elevada puede ser debida, a su vez, a una maduración tardía del fruto, como ocurre en el caso de Arbosana.
Todo lo anterior pone de manifiesto la complejidad de factores que intervienen en la infección por Psv e interaccionan con el olivo, enmascarando la susceptibilidad real de naturaleza genética. Para resolver estas dudas es necesario la evaluación de los cultivares y genotipos de olivo en colecciones de germoplasma en las mismas condiciones agronómicas y ambientales, o bien en inoculaciones en condiciones controladas. La falta de evaluaciones en colecciones amplias y homogéneas de cultivares (Salman et al., 2020), así como las dificultades que presentan las inoculaciones artificiales en esta enfermedad mencionadas anteriormente, han impedido que hasta ahora se disponga de una clasificación definitiva de cultivares de olivo en categorías de susceptibilidad a la tuberculosis. Las evaluaciones realizadas en el BGMO de Córdoba, junto a mejoras en la inoculación en condiciones controladas, nos están ayudando a lograr este objetivo, aunque todavía quedan algunas incertidumbres por resolver. No obstante, estas evaluaciones están permitiendo identificar entre los nuevos genotipos procedentes de mejora genética algunos de ellos con un elevado nivel de resistencia (Miranda et al., 2016; Trapero et al., datos no publicados), que podrían ser de gran valor para el control de la enfermedad en condiciones muy favorables para su desarrollo, como los cultivos en seto en zonas húmedas.
Control químico
Los tratamientos químicos para el control de la tuberculosis han tenido tradicionalmente un carácter preventivo y se han dirigido a la protección de las heridas frente a la infección bacteriana; por lo tanto, resulta común su aplicación inmediatamente después de sucesos causantes de heridas, como heladas, granizo o prácticas de cultivo (Trapero et al., 2017). Experimentalmente, se ha comprobado que la aplicación de fungicidas, principalmente productos cúpricos, dirigidos al control de otras enfermedades aéreas en el olivar pueden tener un efecto positivo para el control de la tuberculosis, pues reducen la carga bacteriana de las poblaciones epífitas presentes en las plantaciones (Quesada et al., 2010). Los productos derivados del cobre resultan eficaces para el control de la tuberculosis (Roca et al., 2014) y son, a día de hoy, los únicos autorizados para el control de esta enfermedad en España (Quesada et al., 2010). Sin embargo, se ha comprobado que el uso continuado de productos cúpricos genera tolerancia al cobre en las poblaciones de P.s. savastanoi (Roca et al., 2014), lo que reduce su eficacia y está propiciando la emergencia de la enfermedad en sistemas de cultivo favorables a la tuberculosis, como el olivar en seto (Trapero et al., 2017).
Se ha comprobado que otros productos químicos son eficaces para el control de esta enfermedad. Ciertos antibióticos, como estreptomicina, terramicina, kasugamicina y oxitetraciclina, solos o en combinación, han ofrecido resultados interesantes, si bien la prohibición en territorio europeo de utilizar los antibióticos en la práctica agrícola limita el interés de su estudio. Igualmente, la violeta de genciana puede ser de utilidad protegiendo las heridas de las plantas frente a la infección bacteriana. También se han realizado algunos experimentos con peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) para tal fin. Otros productos disponibles para el control de la enfermedad o cicatrización de las heridas (aceites, hidrocarburos, polímeros de látex, etc.) han resultado ser caros y poco eficaces (Trapero et al., 2017). Cabe destacar que algunos fungicidas, como captan, dodina o mancozeb, tienen efecto antibacteriano y podrían ser de utilidad para el control de la tuberculosis. En este sentido, en condiciones controladas con plantones de olivo inoculados con la bacteria, se ha comprobado que dodina presenta una eficacia similar a los mejores fungicidas cúpricos ensayados (Roca et al., 2014; Miranda et al., 2016) y podría ser de gran interés para evitar el desarrollo de cepas de la bacteria tolerantes al cobre.
Control biológico
La gran dependencia del cobre y sus limitaciones para el control de la tuberculosis ha propiciado la búsqueda de medidas de control alternativas, especialmente productos biológicos, en España y otros países olivareros de la cuenca mediterránea (Trapero et al., 2021). Tradicionalmente, dichos métodos de control biológico se han basado en el empleo de aislados bacterianos de diversas especies con producción natural de sustancias antibióticas. En algunos de los primeros estudios, se utilizaron aislados no patogénicos de Psv productores de bacteriocinas; si bien, los aislados estudiados no fueron capaces de colonizar el filoplano e inhibir el desarrollo del patógeno (Surico y Marchi, 2011).
En otros trabajos de investigación se ha comprobado que algunas cepas evaluadas pueden presentar un fuerte comportamiento antagonista frente a Psv, limitando el desarrollo de la enfermedad. Entre las principales especies bacterianas candidatas a agentes de biocontrol se contemplan principalmente especies de Bacillus y Pseudomonas (Varvaro y Martella, 1993; Lavermicocca et al., 2002; Krid et al., 2010; 2012; Mina et al., 2020a; Doksoz y Bozkurt, 2022). Asimismo, en estudios de bioprotección, se han evaluado productos naturales para cicatrización o protección de las heridas, incluidos polifenoles obtenidos de alperujo (Capasso et al., 1995; Pannucci et al., 2019).
La mayoría de los ensayos de control biológico o bioprotección han tenido lugar en condiciones in vitro (Krid et al., 2010; Doksoz y Bozkurt, 2022), con plantones jóvenes (Krid et al., 2012) o con plantas propagadas in vitro (Maldonado-González et al., 2013), en condiciones artificiales y careciendo de aplicabilidad real, por lo que aún debe avanzarse mucho en este camino. El control biológico es una interesante apuesta de futuro para el control de la tuberculosis, si bien, a día de hoy resulta necesario intensificar la investigación en esta materia para obtener una alternativa viable y aplicable en el campo.
Bass, D., Stentiford, G.D., Wang, H.-C., Koskella, B., Tyler, C.R. 2019. The pathobiome in animal and plant diseases. Trends Ecol. Evol. 34: 996–1008.
Benjama, A. 1994. Étude de la sensibilité variétale de l’olivier au Maroc vis-à-vis de Pseudomonas syringae pv savastanoi, agent de la tuberculose. Cahiers Agricultures 3: 405-408.
Bertolini, E., Olmos, A., López, M. M., and Cambra, M. 2003a. Multiplex nested reverse transcription-polymerase chain reaction in a single tube for sensitive and simultaneous detection of four RNA viruses and Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in olive trees. Phytopathology 93:286-292.
Bertolini, E., Penyalver, R., García, A., Olmos, A., Quesada, J.M., Cambra, M., López, M.M. 2003b. Highly sensitive detection of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in asymptomatic olive plants by nested-PCR in a single closed tube. J. Microbiol. Meth. 52: 261-266.
Bozkurt1, I.A., Soylu, S., Mirik, M., Ulubas Serce, C., Baysal, O. 2014. Characterization of bacterial knot disease caused by Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi on pomegranate (Punica granatum L.) trees: a new host of the pathogen. Letters in Applied Microbiology 59: 520-527.
Buonaurio, R., Moretti, C., da Silva, D.P., Cortese, C., Ramos, C., Venturi, V. 2015. The olive knot disease as a model to study the role of interspecies bacterial communities in plant disease. Front. Plant Sci. 6: 434.
Capasso, R., Evidente, A., Schivo, L., Orru, G., Marcialis, M.A., Cristinzio, G. 1995. Antibacterial polyphenols from olive oil mil waste waters. J. App. Bact. 79: 393-398.
Civantos, L. 2008. Obtención del aceite de oliva virgen. Editorial Agrícola Española, Madrid, 264 pp.
Chomé, P.M. 2004. Programa de certificación de plantas de vivero de olivo en España. Vida Rural 198: 48-52.
De Andrés, F. 1991. Enfermedades y plagas del olivo. Riquelme y Vargas Ediciones, Jaén.
Doksoz, S.F., Bozkurt, I.A. 2022. Biological control of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi causing olive knot disease with epiphytic and endophytic bacteria. J. Plant. Pathol. 104: 65-78.
Fichtner, E.J. 2011. Olive knot. Fayard, M.L., Flint, M.L., eds. UC Statewide Integrated Pest Management Program. University of California, Davis.
Iacobellis, N.S. 2001. Olive knot. En: Encyclopedia of Plant Pathology, Vol. 2. Maloy, O.C., Murray, T.D., eds. John Wiley and Sons, New York, USA, 713-715 pp.
Krid, S., Rhouma, A., Mogou, I., Quesada, J.M., Nesme, X., Gargouri, A. 2010. Pseudomonas savastanoi endophytic bacteria in olive tree knots and antagonistic potential of strains of Pseudomonas fluorescens and Bacillus subtilis. J. Plant Pathol. 92: 335-341.
Krid, S., Triki, M.A., Gargouri, A., Rhouma, A. 2012. Biocontrol of olive knot disease by Bacillus subtilis isolated from olive leaves. Ann. Microbiol. 62: 149-154.
Lavermicocca, P., Lonigro, S.L., Valerio, F., Evidente, A., Visconti, A. 2002. Reduction of olive knot disease by a bacteriocin from Pseudomonas syringae pv. ciccaronei. App. Environ. Microbiol. 68: 1403-1407.
Licciardello, G., Mosca, A., Di Silvestro, S., Puglisi, D., Russo, M.P., Catara, V., Caruso, P. 2023. Cultivar susceptibility to olive knot disease and association with endophytic microbiota community. Agronomy 13: 468.
MAGRAMA. 2012. Reglamento Técnico de Control y Certificación de Plantas de Vivero de Frutales. Anexo IX, Madrid, 45-46 pp.
Maldonado-González, M.M., Prieto, P., Ramos, C., Mercado-Blanco, J. 2013. From the root to the stem: interaction between the biocontrol root endophyte Pseudomonas fluorescens PICF7 and the pathogen Pseudomonas savastanoi NCPPB 3335 in olive knots. Microbial Biotech. 6: 275-287.
Marchi, G., Cinelli, T., Surico, G. 2011. A review on Pseudomonas savastanoi genetic traits involved in disease development and symptom induction. En: Olive diseases and disorders. Schena, L., Agosteo, G.E., Cacciola, S.O. (eds.). Transworld Research Network, Kerala, India, 117-141 pp.
Mina, D., Pereira, J.A., Lino-Neto, T., Baptista, P. 2020a. Screening the olive tree phyllosphere: search and find potential antagonists against Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. Front Microbiol. 11: 2051.
Mina, D., Pereira, J.A., Lino-Neto, T., Baptista, P. 2020b. Impact of plant genotype and plant habitat in shaping bacterial pathobiome: A comparative study in olive tree. Sci. Rep. 10: 3475.
Miranda Fuentes, P., Roca, L.F., Trapero, A. 2016. Evaluación de nuevas estrategias para el control de la tuberculosis del olivo. TFM, Máster en Ingeniería Agronómica, Universidad de Córdoba, 175 pp.
Mirik, M., Aysan, Y., Sahin, F. 2011. Characterization of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi strains isolated from several host plants in Turkey and report of fontanesia as a new host. J. Plant Pathol. 93: 263-270.
Nguyen, K.A., Förster, H. Adaskaveg, J.E. 2018a. Efficacy of copper and new bactericides for managing olive knot in California. Plant Dis. 102: 892-898.
Nguyen, K.A., Förster, H. Adaskaveg, J.E. 2018b. Genetic diversity of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in California and characterization of epidemiological factors for olive knot development. Plant Dis. 102: 1718-1724.
Panagopoulos, C.G. 1993. Olive knot disease in Greece. EPPO Bull. 23: 417-422.
Pannucci, E., Caracciolo, R., Romani, A., Cacciola, F., Dugo, P., Bernini, R., Varvaro, L., Santi, L. 2019. An hydroxytyrosol enriched extract from olive mil wastewaters exerts antioxidants activity and antimicrobial activity on Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi and Agrobacterium tumefaciens. Nat. Prod. Res. 9: 1-8.
Penyalver, R., García, A., Ferrer, A., Bertolini, E., Quesada, J.M., Salcedo, C.I., Piquer, J., Pérez-Panadés, J., Carbonell, E.A., del Río, C., Caballero, J.M., López, M.M. 2006. Factors affecting Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi plant inoculations and their use for evaluation of olive cultivar susceptibility. Phytopathology 96: 313-319.
Quesada, J.M., Penyalver, R., Pérez-Panadés, J., Salcedo, C.I., Carbonell, E.A., López, M.M. 2010. Comparison of chemical treatments for reducing epiphytic Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations and for improving subsequent control of olive knot disease. Crop Protection 29: 1413-1420.
Quesada, J.M., Penyalver, R., López, M.M. 2012. Epidemiology and control of plant diseases caused by phytopathogenic bacteria: the case of olive knot disease caused by Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Plant Pathology. Cumagun, C.J., ed. InTech, 299-326 pp.
Rallo, L., Barranco, D., Caballero, J.M., Del Río, C., Martín, A., Tous, J., Trujillo, I. (eds.). 2005. Variedades de olivo en España. Coedición Junta de Andalucía, MAPA y Mundi-Prensa, Madrid, 478 pp.
Ramos, C., Matas, I.M., Bardaji, L., Aragón, I.M., Murillo, J. 2012. Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi: some like it knot. Mol. Plant Pathol. 13: 998-1009.
Roca, L.F., Miranda de Fuentes, P., Trapero, A. 2014. Eficacia de los productos cúpricos en el control de la tuberculosis del olivo. Vida Rural 385: 4-8.
Salman, M., Greenhut, R., Preece, J., Ferguson, L., Kluepfel, D. 2020. Field evaluation of olive (Olea europaea) genotypes for resistance to Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. J. Plant Pathol. 102: 663–670.
Schroth, M.N., Osgood, J.W., Miller, T.D. 1973. Quantitative assessment of the effect of the olive knot disease on olive yield and quality. Phytopathology 63: 1064-1065.
Scortichini, M., Rossi, M.P., Salerno, M. 2004. Relationship of genetic structure of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations from Italian olive trees and patterns of host genetic diversity. Plant Pathology 53: 491-497.
Sisto, A., Cipriani, M.G., Morea, M. 2004. Knot formation caused by Pseudomonas syringae subsp. savastanoi on olive plants is hrp-dependent. Phytopathology 94: 484-489.
Surico, G., Marchi, G. 2011. Olive knot disease. En: Olive diseases and disorders. Schena, L., Agosteo, G.E., Cacciola, S.O. (eds.). Transworld Research Network, Kerala, India, 89-116 pp.
Teviotdale, B.L., Krueger, B. 1998. Olive knot control and assessment of copper resistance in Pseudomonas savastanoi. KAC Plant Protection Quarterly 8:1-4.
Tjamos, E.C., Graniti, A., Smith, I.M., Lamberti, F. 1993. Conference on olive diseases. EPPO Bulletin 23: 365-550. Trapero, A. 2007. Densidad de plantación y enfermedades del olivar. Mercacei 51: 210-213.
Trapero, A., López-Escudero, F.J., Blanco, M.A. 2017. Enfermedades. En: El cultivo del olivo. Barranco, D., Fernández-Escobar, R., Rallo, L. (eds.). Mundi-Prensa, Madrid, 733-798 pp.
Trapero, A., Roca, L.F., Segura, R., Luque, F., Romero, J., Raya, M.C., López-Moral, A., Agustí-Brisach, C. 2021. Hacia el control biológico de las enfermedades aéreas del olivar. Vida Rural 504: 60-66.
Valverde, P., Zucchini, M., Polverigiani, S., Lodolini, E.M., López-Escudero, F.J., Neri, D. 2020. Olive knot damages in ten olive cultivars after late-winter frost in central Italy. Sci. Hortic. 266: 109274.
Varvaro, L., Martella, L. 1993. Virulent and avirulent isolates of Pseudomonas syringae subsp. savastanoi as colonizers of olive leaves: evaluation of possible biological control of the olive knot pathogen. EPPO Bulletin 23: 423-427.
Varvaro, L., Surico, G. 1978. Behaviour of different olive (Olea europaea L.) cultivars to inoculation with Pseudomonas savastanoi (EF Smith) Stevens. Phytopathol. Mediterr. 17: 174–177.
Young, J.M. 2004. Olive knot and its pathogens. Australasian Plant Pathology 33: 33-39.
La tuberculosis está considerada como una de las enfermedades más importantes y ubicuas del olivo (Young, 2004; Surico y Marchi, 2011; Quesada et al., 2012). No obstante, resulta dificultoso estimar el impacto económico de esta enfermedad, que provoca distintos perjuicios en el olivar: defoliación, desecación de brotes y ramas por anillamiento del tumor, menor vigor y crecimiento de la planta, y un empeoramiento del sabor del fruto, con el detrimento correspondiente en la calidad del aceite, así como morfologías anómalas en el mismo (Tjamos et al., 1993; Fichtner, 2016). Además, puede inhibir la floración y afectar negativamente al tamaño del fruto (Young, 2004), ocasionando cuantiosas pérdidas en la producción de aceituna (Schroth et al., 1973; De Andrés, 1991).
Los datos cuantitativos sobre rendimiento y otros parámetros son bastante escasos (Iacobellis, 2001), aunque se han llevado a cabo algunos estudios en España e Italia (Young, 2004), pero las publicaciones que más datos han aportado sobre el perjuicio económico de esta enfermedad tuvieron lugar en California entre finales de la década de 1960 y principios de los 70. En Andalucía se han estimado pérdidas globales del 1,33% de la producción debido a la tuberculosis (De Andrés, 1991), situando a esta enfermedad tercera en importancia tras el repilo y la antracnosis; no obstante, en plantaciones afectadas severamente por el patógeno se han registrado pérdidas de producción cercanas al 70% (De Andrés, 1991). Por otra parte, Schroth et al. (1973) detectaron importantes pérdidas en California, con una reducción media en el rendimiento del 22% entre distintos niveles de severidad de la enfermedad (infección leve e infección moderada). Dichas pérdidas fueron inequívocamente asociadas a dos sucesos: un menor número de aceitunas en los árboles infectados por la enfermedad y un menor calibre de las mismas. Debido a este último factor, se estimó una reducción de un 25,8% de los ingresos.
La bacteria causante de esta enfermedad se encuentra presente en la gran mayoría de las zonas donde se cultiva el olivo (Quesada et al., 2012; Surico y Marchi, 2011; Ramos et al., 2012), debido a su facilidad para mantenerse como epífita o latente en olivos asintomáticos, lo que ha facilitado su dispersión a larga distancia mediante el material de plantación. Su capacidad para adaptarse a distintas condiciones le permite sobrevivir en zonas climáticas muy variadas, si bien su desarrollo y dispersión se facilita en lugares con temperaturas suaves y altas precipitaciones (Ramos et al., 2012). Como consecuencia de su ubicuidad, se han encontrado cepas de esta bacteria infectando plantas en lugares tan inhóspitos como el Himalaya (Balestra et al., 2009). A día de hoy, aún siguen conociéndose nuevos lugares donde la bacteria causante de esta enfermedad se halla presente. Las últimas detecciones datan de 2015, en Japón y Eslovenia.
El síntoma más común y conocido, que permite el diagnóstico inmediato, son las características tumoraciones globosas o “tubérculos” (alusión al principal nombre común), de hasta varios centímetros de diámetro, fácilmente perceptibles, sobre troncos, tallos, ramas y brotes y rara vez sobre hojas, pedúnculos y frutos (Fig. 1). En estos últimos, la infección suele producirse en verano, causando manchas de 0.2 a 3 mm de diámetro, que inicialmente son de color marrón y después se oscurecen y quedan deprimidas (Trapero et al., 2017).
Los tumores, que pueden tardar en aparecer desde pocas semanas hasta varios meses después de la infección (Young, 2004), son una hiperplasia de tejido vegetal producida por un desequilibrio hormonal en la planta causado por la producción bacteriana de ácido indol-3-acético (IAA) y citoquininas (Ramos et al., 2012), habiéndose asociado con genes hrp/hrc (Sisto et al., 2004). Los avances en el conocimiento del genoma de la bacteria y su comparación con otros genomas de Pseudomonas están propiciando el descubrimiento de nuevos determinantes de patogenicidad y de virulencia, como los Type III Secretion Systems (T3SS), proteínas efectoras, polisacáridos extracelulares, toxinas, metabolismo de moléculas que forman parte de los mecanismos de defensa de la planta, interacción entre auxinas y citoquininas, participación de otras hormonas como el etileno, plásmidos y secuencias de inserción, etc. (Marchi et al., 2011).
Tras la colonización de la planta por parte de la bacteria tiene lugar la degradación de las células vegetales adyacentes a ella (Quesada et al., 2012), formándose una cavidad deprimida de varios milímetros de tamaño en el lugar de la infección. El tejido vegetal desarrollado de esta forma tiene al principio una consistencia tierna, superficie lisa y color verdoso, mientras que continúa su desarrollo y se cierra sobre la herida, adquiriendo una forma globosa. Dicho tejido se lignifica con el paso del tiempo, llenándose de irregularidades y cavidades, adquiriendo una coloración oscura y pudiendo servir de refugio a insectos (Trapero et al., 2017).
Aunque el diagnóstico de la enfermedad no presenta dificultades debido a sus síntomas característicos, la detección de las infecciones latentes y la cuantificación de las poblaciones epifíticas en los tejidos de olivo requieren el aislamiento e identificación de la bacteria (Fig. 2). Para ello, se han utilizado medios de cultivo selectivos o semiselectivos y diversos test bioquímicos y fisiológicos (Surico y Marchi, 2011). No obstante, la aplicación de técnicas moleculares basadas en la reacción PCR anidada ha mejorado notablemente la detección y cuantificación de la bacteria en los tejidos de olivo asintomáticos (Bertolini et al., 2003b), por lo que ya es el método utilizado habitualmente y no es necesario el aislamiento de la bacteria.
La bacteria causante de la tuberculosis del olivo se denomina actualmente Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi (en adelante Psv) considerándose una variante patogénica o patovar (pv.) de la especie P. savastanoi. Esta especie es una de las primeras bacterias fitopatógenas que fue aislada e identificada y ha sido designada de multitud de maneras a lo largo de las décadas, confundida con otras bacterias y profusamente reclasificada.
La bacteria posee de 1 a 4 flagelos polares y pertenece al grupo de las pseudomonas fluorescentes, llamadas así porque producen fluorescencia al ser expuestas en el medio de cultivo bajo luz próxima a ultravioleta, aunque existen aislados patogénicos sobre olivo que carecen de esta capacidad.
Además de olivo, afecta a otras especies de las oleáceas, pero también de plantas no oleáceas, como la adelfa; y en inoculaciones artificiales se ha probado su patogenicidad incluso sobre huéspedes herbáceos de las solanáceas, fabáceas, crucíferas y compuestas, que podrían tener algún papel en la epidemiología de la enfermedad. Los aislados procedentes de adelfa producen tumores en olivo, pero no al contrario en la mayoría de los casos. Las características diferenciales de P.s. savastanoi descritas en la literatura avalan la variabilidad mencionada y han llevado a algunos fitobacteriólogos a identificarla como una especie diferente, separada del complejo Pseudomonas syringae en el que se venía clasificando. Dentro de la especie P. savastanoi se reconocen seis patovares: fraxini (fresno), glycinea (soja), nerii (adelfa), phaseolicola (judía), retacarpa (retama) y savastanoi (olivo) (Scortichini et al., 2004). Incluso dentro del patovar savastanoi se han descrito diversos huéspedes, además de olivo y acebuche, como adelfa, jazmín, fontanesia, mirto y granado (Mirik et al., 2011; Bozkurt et al., 2014).
La variabilidad fenotípica, genética y patogénica que se expresa en los diferentes patovares y huéspedes de la especie P. savastanoi también ocurre para el patovar savastanoi en olivo, para el que se han descrito desde aislados altamente virulentos hasta aislados no virulentos (Surico y Marchi, 2011; Ramos et al., 2012; Nguyen et al., 2018a). No obstante, la diversidad genética observada en las poblaciones de la bacteria no se corresponde con la diversidad genética detectada en las variedades de olivo, al menos en Italia, lo que sugiere que el patosistema O. europaea – Psv no representa un caso de coevolución planta-patógeno, sino de asociación por colonización (Scortichini et al., 2004). La elevada variabilidad patogénica de Psv ha dado lugar a interacciones entre aislados y cultivares. Así, en inoculaciones artificiales se identificaron variedades muy susceptibles a una cepa determinada, pero a su vez resistentes a otra cepa de la bacteria (Penyalver et al., 2006). Fruto de esta variabilidad genética es también el desarrollo de cepas tolerantes al cobre (Teviotdale y Krueger, 1998; Roca et al., 2014). Afortunadamente, las primeras cepas que se detectaron resistentes a cobre resultaron poco virulentas, pero recientemente se han descrito cepas resistentes tan virulentas como las sensibles a cobre (Nguyen et al., 2018b), lo que supone una gran limitación para el control químico de la enfermedad.
Otro aspecto esencial de la etiología de esta enfermedad, que la diferencia de otras enfermedades, es que habitualmente la bacteria patógena no actúa en solitario, sino asociada a un consorcio de microorganismos, bacterias y hongos, los cuales modulan la patogénesis y supervivencia de la bacteria, determinando la gravedad de las infecciones y de los síntomas en olivo (Surico y Marchi, 2011; Buonaurio et al., 2015). Este hecho, que ya fue puesto de manifiesto desde los trabajos pioneros de Savastano, cuando se demostró la controvertida naturaleza bacteriana del agente causal de la tuberculosis del olivo, está adquiriendo mayor relevancia actualmente. Incluso, se ha acuñado un nuevo término, patobioma, para designar a la comunidad microbiana (eucariotas, procariotas y virus) alterada en animales y plantas que influye en la inmunidad y capacidad de defensa del huésped modificando su susceptibilidad a determinados patógenos, lo que ha motivado que el paradigma de un patógeno−una enfermedad sea insuficiente para explicar muchas enfermedades (Bass et al., 2019). Por ello, el conocimiento de los microorganismos implicados en este consorcio, sus interacciones y sus mecanismos de acción se considera fundamental para diseñar estrategias para el control de la enfermedad, como la búsqueda de antagonistas del patógeno (Varvaro y Martella, 1993; Mina et al., 2020a) y de variedades menos susceptibles (Mina et al., 2020b; Licciardello et al., 2023).
La bacteria sobrevive en la planta de una estación a otra en el interior de los tumores o bien de forma epífita; aunque se ha descrito también una colonización sistémica dentro de la planta, pero esta parece poco frecuente y limitada. La penetración en la planta se realiza a través de las aberturas disponibles, ya sean naturales —como los estomas— o bien por heridas, aunque únicamente puede iniciar el proceso infectivo en el segundo caso. Consecuentemente, depende en gran medida de sucesos o agentes causantes de heridas como la caída de hojas, granizo, heladas, insectos, patógenos o actividades de naturaleza antrópica, tales como la poda o el vareo de ramas durante la recolección. Con frecuencia, los aumentos espectaculares de la enfermedad ocurren tras fuertes episodios de granizo, heladas o asociados a los daños de la recolección (Fig. 3).
Para facilitar su dispersión, Psv produce exudados bacterianos en los tumores. Su difusión aumenta, pues, en días lluviosos, especialmente si vienen acompañados de temperaturas moderadas. Teniendo en cuenta que la formación de tumores solo es posible durante la estación de crecimiento de la planta, resulta frecuente que una infección producida en invierno no ocasione el desarrollo hiperplásico en el hospedante hasta la primavera siguiente, en tanto que en infecciones de primavera y verano, el tumor puede producirse en 10-14 días (Fig. 4). El rango de temperaturas para la infección es de 4 a 38º C, con el óptimo en 23-24º C (Trapero et al., 2017).
La dispersión de la bacteria a gran distancia está asegurada por el traslado de material vegetal asintomático portador de la bacteria. En estos casos la bacteria puede estar en la planta como epífita, pero también como endófita mediante infecciones latentes producidas en vivero. Este hecho tiene especial relevancia, ya que puede dar lugar a graves ataques de la enfermedad tras la plantación en el terreno definitivo (Fig. 5). A corta distancia, la bacteria puede dispersarse de una planta a otra en aerosoles y herramientas de poda. También pájaros y la mosca del olivo pueden contribuir a su dispersión, aunque con una importancia menor.
Las condiciones climáticas tienen un claro efecto sobre la incidencia y severidad de la enfermedad. Las zonas con abundantes lluvias durante la estación primaveral y con riesgo de heladas tardías o granizo son las más afectadas. El efecto de las heladas en la producción de heridas puede verse acentuado por la presencia de bacterias nucleantes de hielo en la superficie del tejido (p. ej. Erwinia herbicola, Pseudomonas fluorescens). En olivo se han descrito agentes nucleantes, pero no están relacionados con Psv ni parecen ser de naturaleza bacteriana (Trapero et al., 2017).
La gestión integrada de la tuberculosis para prevenir la infección y mitigar el desarrollo de la enfermedad debe contemplar todos los métodos disponibles, incluyendo medidas legislativas, prácticas culturales, resistencia genética y control químico. Las soluciones biológicas todavía no están disponibles para el cultivo, aunque se están intensificando las investigaciones para lograr este objetivo.
Medidas legislativas
El principal vector de difusión a larga distancia de la enfermedad es el transporte de material vegetal portador de la bacteria, ello unido a la necesidad de evitar la dispersión de un grave patógeno emergente como Verticillium dahliae y al creciente interés en la calidad del material vegetal a emplear en las explotaciones, dio lugar a una normativa española de certificación de plantas de vivero de olivo en 1999 (Chomé, 2004). No obstante, al tratarse de un programa voluntario, la incorporación de los viveros a dicha certificación ha sido escasa y lenta. El material certificado debe someterse a distintos análisis de laboratorio, especialmente moleculares, para garantizar la ausencia de fitófagos y patógenos varios, entre los que se encuentra Psv (MAGRAMA 2012). Para facilitar la detección rápida y fiable de Psv, junto a los cuatro virus que infectan olivo y que contempla el programa de certificación español, se dispone de una técnica molecular altamente específica y sensitiva (Bertolini et al., 2003a). En el caso de Psv, esta técnica permite detectar tanto la población epífita como las infecciones latentes. Utilizando esta técnica, en una prospección realizada por el Servicio de Sanidad Vegetal de la Junta de Andalucía durante la campaña 2006/2007 en viveros no incluidos en el programa de certificación, se determinó que el 27,6% de la planta producida era portadora (infectada o infestada) de Psv. Además, las plantas con infecciones latentes asociadas a heridas pueden dar lugar a graves ataques de tuberculosis después de la plantación (Fig. 5). Por todo ello, el empleo de planta certificada debe considerarse como una medida preventiva fundamental en las nuevas plantaciones.
Prácticas culturales
Las primeras medidas de control de la tuberculosis que aparecen descritas en la bibliografía se engloban en este apartado. Desde muy antiguo se observó que la eliminación de las ramas con tumores contribuía a reducir la incidencia de la enfermedad en años posteriores. Hoy día se conoce que este método de saneamiento puede contribuir positivamente al control de la enfermedad en campo, si bien resulta inviable retirar todos los tumores en plantaciones con una alta incidencia. Por ello, se recomienda eliminar solo las ramas más gravemente afectadas. No obstante, el saneamiento no deberá llevarse a cabo durante la época lluviosa, pues las heridas que se ocasionen en el proceso podrán infectarse rápidamente. En caso de infección muy severa, podría plantearse la posibilidad de eliminar la planta entera, pues podría suponer una fuente importante de inóculo. También se incide habitualmente en la importancia de controlar simultáneamente enfermedades y fitófagos que agraven este problema, como el repilo, que origina defoliaciones importantes del árbol (Trapero et al., 2017).
Una recomendación muy común para el olivicultor es llevar a cabo una desinfestación de las herramientas de poda, conocido el papel del agricultor en la dispersión de la bacteria mediante esta labor. Para ello, será suficiente con una esterilización manual de las herramientas entre árbol y árbol, sumergiendo las herramientas en un recipiente con una solución bactericida, como lejía al 10% o alcohol al 70% en agua. Otras medidas recomendables son efectuar la poda en tiempo seco, pues el riesgo de infección de las heridas será menor, así como dirigir la poda desde árboles sanos o menos afectados por la enfermedad hacia los más severamente afectados (Trapero et al., 2017).
También reviste una gran importancia el modo en que se realiza la recolección, puesto que no todos los métodos disponibles originan la misma cantidad de heridas en las plantas: de esta forma, los métodos manuales y semi-mecanizados dañarán menos los árboles que el tradicional vareo de ramas (Civantos, 2008), mientras que serán los sistemas de olivar en seto de alta densidad y recolección mecanizada aquellos en los que se originará un mayor número de heridas, pudiendo tener las mismas un mayor tamaño (Trapero, 2007). De hecho, la creciente implantación de las plantaciones en seto en zonas favorables para la tuberculosis ha convertido a esta enfermedad en un factor limitante de este sistema de cultivo. Dada la importancia de los daños durante la recolección en la incidencia y severidad de la tuberculosis, se recomienda la desinfestación de la maquinaria empleada (peines, cosechadoras cabalgantes) al pasar de zonas afectadas a no afectadas, al igual que se recomienda para las herramientas de poda.
Por último, una de las recomendaciones habituales para el control de la enfermedad es mantener una nutrición equilibrada de los olivos, evitando el exceso de N y la alcalinidad del suelo, que parecen favorecer el desarrollo de la tuberculosis (De Andrés, 1991).
Resistencia genética
Desde las primeras referencias sobre esta enfermedad se ha destacado que ciertas variedades de olivo resultaban más susceptibles a la tuberculosis que otras. No obstante, la información disponible sobre susceptibilidad varietal a la tuberculosis es escasa y procede, generalmente, de observaciones de campo en colecciones y ensayos comparativos de cultivares, lo que ha generado bastante confusión al estar basada en diferentes situaciones agronómicas y climáticas (Trapero et al., 2017). Una prueba de esta confusión es la información disponible sobre la susceptibilidad de variedades de olivo a tuberculosis en la base de datos “Olive Germplasma (Olea europea L.)” (www.oleadab.it/olivodb.html), cuya actualización de 2008 comprende 1520 publicaciones relativas a 1250 cultivares en 54 países. De este gran número de variedades, tan solo se dispone de información sobre susceptibilidad a la tuberculosis en 237 variedades y, en estos casos, es frecuente que una misma variedad aparezca clasificada en varias de las tres categorías de susceptibilidad establecidas: alta, media y baja. En general, cabe destacar que no hay ningún cultivar completamente resistente y que existe una gradación continua en la susceptibilidad, aunque la clasificación en estas tres categorías artificiales puede ayudar a separar los cultivares por su susceptibilidad.
En la Tabla 1 se resume la información disponible para los cultivares españoles en dicha base de datos. Además, esta información se ha completado con la monografía sobre variedades de olivo en España (Rallo et al., 2005), que comprende algunas variedades no incluidas en esta base de datos. En total, la Tabla 1 comprende 64 cultivares españoles clasificados en las tres categorías de susceptibilidad, a los que se han añadido 13 cultivares de otros países con fines comparativos y por ser conocidos en España. Aunque a efectos prácticos es aceptable la clasificación en tres categorías de susceptibilidad, los límites entre categorías no son estrictos, por los que algunos cultivares pueden ser clasificados en diferentes categorías, dependiendo de la fuente de información. Así, cultivares como ‘Arbequina’, ‘Gordal Sevillana’ o ‘Picual’ han sido clasificados en las tres categorías de susceptibilidad (alta, media, baja), considerando las diferentes publicaciones. Por ello, en la clasificación que se presenta en la Tabla 1, se ha considerado el número de las fuentes bibliográficas que la respaldan y la fiabilidad de las mismas.
Tabla 1. Susceptibilidad de cultivares de olivo a la tuberculosis causada por Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi.
| Categoría 1 | Nº | Cultivar 2 |
|---|---|---|
| Muy susceptible o Susceptible (HS) | 48 | Alameño de Cabra, Alameño de Montilla, Arbosana, Arróniz, Blanqueta, Borriolenca, Canetera, Cañivano Negro, Carrasqueño de la Sierra, Castellana, Changlot Real, Cornezuelo de Jaén, Cornicabra, Empeltre, Escarabajuelo de Posadas, Escarabajuelo de Úbeda, Galego, Gatuno, Gordal de Granada, Gordal de Hellín, Gordal Sevillana, Gordalejo, Hojiblanca, Jabaluna, Lechín de Sevilla, Limoncillo, Manzanilla de Jaén, Mz. de Montefrío, Mz. del Centro, Mz. del Piquito, Mz. de Sevilla, Mz. Prieta, Morisca, Morona, Negrillo de Arjona, Royal de Calatayud, Royal de Cazorla, Nevado Azul, Ocal, Pajarero, Picudo, Vallesa, Verdal de Alhama, Verdal de Manresa, Verdala, Verdial de Badajoz, Verdiell, Zorzariega. |
| Muy susceptible o Susceptible (HS) | 8 | Arauco o Azapa (Argentina), Barnea (Israel), Frantoio (Italia), Galega Vulgar (Portugal), Chemlal de Kabilye (Argelia), Chemlali y Chetoui (Túnez), Koroneiki (Grecia). |
| Moderadamente susceptible o Tolerante (MS) | 8 | Arbequina, Carrasqueño de Alcaudete, Chorrúo, Imperial, Llumeta, Manzanilla Cacereña, Picual, Rapasayo. |
| Moderadamente susceptible o Tolerante (MS) | 4 | Cobrançosa (Portugal), Maurino (Italia), Picholine Marroquí (Marruecos), Mission (USA). |
| Poco susceptible o Resistente (LS) | 8 | Alfafara, Farga, Mollar de Cieza, Sollana, Tomatito, Verdalón, Verdial de Alcaudete, Verdial de Huévar. |
| Poco susceptible o Resistente (LS) | 1 | Leccino (Italia). |
1La clasificación en tres categorías de susceptibilidad (HS, MS y LS) de los cultivares se sustenta en la base de datos www.oleadab.it/olivodb.html y en el libro de Rallo et al., 2005.
2Para cada categoría, se indican dos grupos separados de cultivares: españoles y extranjeros. Para estos segundos, se indica su país de origen entre paréntesis. El cultivar español representativo de cada categoría se indica en negrita.
Las discrepancias respecto a la susceptibilidad varietal que se desprenden de las observaciones de campo son habituales debido a los numerosos factores que intervienen en la infección y el desarrollo de la enfermedad. Una forma de resolver estas discrepancias es mediante inoculación artificial de plantas de olivo en condiciones controladas (Fig. 6). Esta técnica se ha utilizado para la tuberculosis del olivo con dicho fin en numerosas ocasiones (Varvaro y Surico, 1978; Benjama, 1994; Young et al., 2004; Surico y Marchi, 2011; Nguyen et al., 2018b), pero en general no se han obtenido resultados consistentes y, con frecuencia, no se corresponden con las observaciones de campo. Uno de los trabajos más completos en este sentido se realizó en el IVIA de Valencia (Penyalver et al., 2006), en el cual evaluaron la susceptibilidad a la tuberculosis de diferentes variedades de olivo habituales en la geografía española, probando varias condiciones y definiendo los principales parámetros a tener en cuenta. Entre ellos, resultaron fundamentales la edad de la planta, la densidad de inóculo utilizada y la cepa de Psv. Los dos primeros factores pueden ser estandarizados para obtener las máximas diferencias de susceptibilidad entre cultivares, pero la cepa del patógeno limita notablemente las posibilidades de estos estudios, ya que tuvo un efecto muy destacado en la respuesta de las variedades y, generalmente, no se conoce la variabilidad patogénica de Psv en las diferentes zonas olivareras. Al igual que en otras inoculaciones, los resultados de este trabajo tampoco se correspondieron con las observaciones de campo, ya que muchas de las variedades que resultaron poco susceptibles en la inoculación, como Azapa, Chemlali, Frantoio, Gordal de Hellín, Lechín de Granada, Manzanilla de Sevilla y Villalonga, se consideran susceptibles o muy susceptibles en las observaciones de campo (Tabla 1). Además, tampoco existen concordancias entre resultados de diferentes inoculaciones, lo que pone de manifiesto la complejidad de este patosistema y su dificultad de manejo en condiciones controladas.
Un factor que apenas se ha evaluado en las inoculaciones artificiales con Psv y que podría afectar a los resultados es el tipo de herida. Aunque generalmente se realiza una herida en las ramitas antes de inocular la planta, no se han evaluado diferentes tamaños, localizaciones y profundidades de estas heridas, que podrían hacer que los mecanismos de defensa o de cicatrización de la planta no se expresen en algunos casos. En uno de los pocos estudios en los que se ha considerado el tipo de herida, Nguyen et al. (2018b) compararon entre un corte del pecíolo que simulaba la caída de la hoja y un corte lateral del tallo (5×10 mm) que dejaba expuesto el tejido del cambium, para estudiar la respuesta de dos cultivares susceptibles en California, Arbequina y Manzanillo, utilizando varias dosis de inóculo. Los resultados de este estudio mostraron que Arbequina resultó claramente más susceptible que Manzanillo cuando se practicó el corte peciolar, mientras que la diferencias entre los cultivares se redujeron, llegando a anularse cuando la herida lateral se combinó con la dosis más alta de inóculo. En este trabajo, el tipo de herida también influyó en el tiempo que esta permaneció receptiva a la infección, siendo más prolongado en la herida lateral de mayor tamaño. En condiciones de campo, la naturaleza de los daños que pueden favorecer la infección por Psv son muy diferentes, desde pequeñas heridas en el pecíolo debidas a la caída de la hoja hasta grandes daños provocados por heladas o la maquinaria de recolección. En este sentido, la intensificación y mecanización del cultivo llevada a cabo durante las últimas décadas ha supuesto un incremento considerable de las heridas, sobre todo las de gran tamaño, debido a la poda y recolección mecanizadas, lo que ha motivado un aumento considerable de la tuberculosis hasta considerarla una enfermedad emergente. El caso más paradigmático es el sistema de cultivo en seto, donde la tuberculosis ha pasado a ser uno de los factores limitantes debido a la aparente extrema susceptibilidad que presentan los escasos cultivares utilizados en este sistema. En estas condiciones la percepción de la susceptibilidad varietal a tuberculosis está cambiando, ya que cultivares considerados moderadamente susceptibles en observaciones de campo, como Arbequina, se consideren como muy susceptibles debido a las condiciones más favorables para la tuberculosis en este sistema de cultivo. No obstante, esta variedad ha resultado altamente susceptible a Psv en las inoculaciones artificiales (Penyalver et al., 2006; Nguyen et al., 2018b).
Entre los agentes causantes de heridas y, por tanto, determinantes de la tuberculosis destacan también las heladas tardías y, en general, el frío. Por ello, con frecuencia se ha asociado la susceptibilidad varietal a la tuberculosis con la sensibilidad al frío (Surico y Marchi, 2011), habiéndose comprobado la existencia de una correlación significativa entre ambos parámetros (Valverde et al., 2020). No obstante, conviene resaltar que esta correlación no se cumple para todas las variedades de olivo, existiendo variedades bastante resistentes o tolerantes al frío y muy susceptibles a la tuberculosis, como ocurre por ejemplo con las variedades Arbosana, Cornicabra o Royal de Calatayud. Lo contrario también ocurre, por ejemplo, la variedad Mollar de Cieza, la cual se considera sensible al frío y muy resistente a la tuberculosis (Rallo et al., 2005). Por tanto, aunque la sensibilidad al frío y la susceptibilidad a tuberculosis sean distintos caracteres, el gran efecto del primero sobre el segundo puede determinar una falsa susceptibilidad de algunos cultivares a la tuberculosis.
Al igual que con el frío ocurre con la fuerza de retención del fruto, este es un carácter también varietal (Rallo et al., 2005) y puede estar asociado con la susceptibilidad a la tuberculosis, ya que una elevada fuerza de retención del fruto, sobre todo cuando estos son pequeños, puede dar lugar a una aparente mayor susceptibilidad a tuberculosis en estas variedades, debido al mayor daño provocado en los olivos durante su recolección. Este hecho se demostró experimentalmente en Grecia al comparar los cultivares Koroneiki y Mouratolia. El primero, de fruto pequeño y difícil desprendimiento, se consideraba más susceptible a la tuberculosis que el segundo, de fruto grande y más fácil derribo. Cuando se realizaron inoculaciones artificiales, ambos cultivares resultaron igualmente susceptibles (Panagopoulos, 1993). Una situación similar, de mayor susceptibilidad aparente que la real, podría darse con otros cultivares españoles, como Arbosana, Cornicabra y Lechín de Sevilla, que son de fruto pequeño y muy difícil desprendimiento, lo que aumenta el daño en la recolección y, por tanto, la infección por Psv. Asimismo, la diferente fuerza de retención del fruto podría explicar las diferencias de susceptibilidad a tuberculosis entre cultivares de similar tamaño de fruto, como Picual (tolerante) y Picudo (muy susceptible), el segundo con mayor dificultad de desprendimiento durante la recolección, lo que aumenta las heridas en el árbol. Una fuerza de retención del fruto elevada puede ser debida, a su vez, a una maduración tardía del fruto, como ocurre en el caso de Arbosana.
Todo lo anterior pone de manifiesto la complejidad de factores que intervienen en la infección por Psv e interaccionan con el olivo, enmascarando la susceptibilidad real de naturaleza genética. Para resolver estas dudas es necesario la evaluación de los cultivares y genotipos de olivo en colecciones de germoplasma en las mismas condiciones agronómicas y ambientales, o bien en inoculaciones en condiciones controladas. La falta de evaluaciones en colecciones amplias y homogéneas de cultivares (Salman et al., 2020), así como las dificultades que presentan las inoculaciones artificiales en esta enfermedad mencionadas anteriormente, han impedido que hasta ahora se disponga de una clasificación definitiva de cultivares de olivo en categorías de susceptibilidad a la tuberculosis. Las evaluaciones realizadas en el BGMO de Córdoba, junto a mejoras en la inoculación en condiciones controladas, nos están ayudando a lograr este objetivo, aunque todavía quedan algunas incertidumbres por resolver. No obstante, estas evaluaciones están permitiendo identificar entre los nuevos genotipos procedentes de mejora genética algunos de ellos con un elevado nivel de resistencia (Miranda et al., 2016; Trapero et al., datos no publicados), que podrían ser de gran valor para el control de la enfermedad en condiciones muy favorables para su desarrollo, como los cultivos en seto en zonas húmedas.
Control químico
Los tratamientos químicos para el control de la tuberculosis han tenido tradicionalmente un carácter preventivo y se han dirigido a la protección de las heridas frente a la infección bacteriana; por lo tanto, resulta común su aplicación inmediatamente después de sucesos causantes de heridas, como heladas, granizo o prácticas de cultivo (Trapero et al., 2017). Experimentalmente, se ha comprobado que la aplicación de fungicidas, principalmente productos cúpricos, dirigidos al control de otras enfermedades aéreas en el olivar pueden tener un efecto positivo para el control de la tuberculosis, pues reducen la carga bacteriana de las poblaciones epífitas presentes en las plantaciones (Quesada et al., 2010). Los productos derivados del cobre resultan eficaces para el control de la tuberculosis (Roca et al., 2014) y son, a día de hoy, los únicos autorizados para el control de esta enfermedad en España (Quesada et al., 2010). Sin embargo, se ha comprobado que el uso continuado de productos cúpricos genera tolerancia al cobre en las poblaciones de P.s. savastanoi (Roca et al., 2014), lo que reduce su eficacia y está propiciando la emergencia de la enfermedad en sistemas de cultivo favorables a la tuberculosis, como el olivar en seto (Trapero et al., 2017).
Se ha comprobado que otros productos químicos son eficaces para el control de esta enfermedad. Ciertos antibióticos, como estreptomicina, terramicina, kasugamicina y oxitetraciclina, solos o en combinación, han ofrecido resultados interesantes, si bien la prohibición en territorio europeo de utilizar los antibióticos en la práctica agrícola limita el interés de su estudio. Igualmente, la violeta de genciana puede ser de utilidad protegiendo las heridas de las plantas frente a la infección bacteriana. También se han realizado algunos experimentos con peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) para tal fin. Otros productos disponibles para el control de la enfermedad o cicatrización de las heridas (aceites, hidrocarburos, polímeros de látex, etc.) han resultado ser caros y poco eficaces (Trapero et al., 2017). Cabe destacar que algunos fungicidas, como captan, dodina o mancozeb, tienen efecto antibacteriano y podrían ser de utilidad para el control de la tuberculosis. En este sentido, en condiciones controladas con plantones de olivo inoculados con la bacteria, se ha comprobado que dodina presenta una eficacia similar a los mejores fungicidas cúpricos ensayados (Roca et al., 2014; Miranda et al., 2016) y podría ser de gran interés para evitar el desarrollo de cepas de la bacteria tolerantes al cobre.
Control biológico
La gran dependencia del cobre y sus limitaciones para el control de la tuberculosis ha propiciado la búsqueda de medidas de control alternativas, especialmente productos biológicos, en España y otros países olivareros de la cuenca mediterránea (Trapero et al., 2021). Tradicionalmente, dichos métodos de control biológico se han basado en el empleo de aislados bacterianos de diversas especies con producción natural de sustancias antibióticas. En algunos de los primeros estudios, se utilizaron aislados no patogénicos de Psv productores de bacteriocinas; si bien, los aislados estudiados no fueron capaces de colonizar el filoplano e inhibir el desarrollo del patógeno (Surico y Marchi, 2011).
En otros trabajos de investigación se ha comprobado que algunas cepas evaluadas pueden presentar un fuerte comportamiento antagonista frente a Psv, limitando el desarrollo de la enfermedad. Entre las principales especies bacterianas candidatas a agentes de biocontrol se contemplan principalmente especies de Bacillus y Pseudomonas (Varvaro y Martella, 1993; Lavermicocca et al., 2002; Krid et al., 2010; 2012; Mina et al., 2020a; Doksoz y Bozkurt, 2022). Asimismo, en estudios de bioprotección, se han evaluado productos naturales para cicatrización o protección de las heridas, incluidos polifenoles obtenidos de alperujo (Capasso et al., 1995; Pannucci et al., 2019).
La mayoría de los ensayos de control biológico o bioprotección han tenido lugar en condiciones in vitro (Krid et al., 2010; Doksoz y Bozkurt, 2022), con plantones jóvenes (Krid et al., 2012) o con plantas propagadas in vitro (Maldonado-González et al., 2013), en condiciones artificiales y careciendo de aplicabilidad real, por lo que aún debe avanzarse mucho en este camino. El control biológico es una interesante apuesta de futuro para el control de la tuberculosis, si bien, a día de hoy resulta necesario intensificar la investigación en esta materia para obtener una alternativa viable y aplicable en el campo.
Bass, D., Stentiford, G.D., Wang, H.-C., Koskella, B., Tyler, C.R. 2019. The pathobiome in animal and plant diseases. Trends Ecol. Evol. 34: 996–1008.
Benjama, A. 1994. Étude de la sensibilité variétale de l’olivier au Maroc vis-à-vis de Pseudomonas syringae pv savastanoi, agent de la tuberculose. Cahiers Agricultures 3: 405-408.
Bertolini, E., Olmos, A., López, M. M., and Cambra, M. 2003a. Multiplex nested reverse transcription-polymerase chain reaction in a single tube for sensitive and simultaneous detection of four RNA viruses and Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in olive trees. Phytopathology 93:286-292.
Bertolini, E., Penyalver, R., García, A., Olmos, A., Quesada, J.M., Cambra, M., López, M.M. 2003b. Highly sensitive detection of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in asymptomatic olive plants by nested-PCR in a single closed tube. J. Microbiol. Meth. 52: 261-266.
Bozkurt1, I.A., Soylu, S., Mirik, M., Ulubas Serce, C., Baysal, O. 2014. Characterization of bacterial knot disease caused by Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi on pomegranate (Punica granatum L.) trees: a new host of the pathogen. Letters in Applied Microbiology 59: 520-527.
Buonaurio, R., Moretti, C., da Silva, D.P., Cortese, C., Ramos, C., Venturi, V. 2015. The olive knot disease as a model to study the role of interspecies bacterial communities in plant disease. Front. Plant Sci. 6: 434.
Capasso, R., Evidente, A., Schivo, L., Orru, G., Marcialis, M.A., Cristinzio, G. 1995. Antibacterial polyphenols from olive oil mil waste waters. J. App. Bact. 79: 393-398.
Civantos, L. 2008. Obtención del aceite de oliva virgen. Editorial Agrícola Española, Madrid, 264 pp.
Chomé, P.M. 2004. Programa de certificación de plantas de vivero de olivo en España. Vida Rural 198: 48-52.
De Andrés, F. 1991. Enfermedades y plagas del olivo. Riquelme y Vargas Ediciones, Jaén.
Doksoz, S.F., Bozkurt, I.A. 2022. Biological control of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi causing olive knot disease with epiphytic and endophytic bacteria. J. Plant. Pathol. 104: 65-78.
Fichtner, E.J. 2011. Olive knot. Fayard, M.L., Flint, M.L., eds. UC Statewide Integrated Pest Management Program. University of California, Davis.
Iacobellis, N.S. 2001. Olive knot. En: Encyclopedia of Plant Pathology, Vol. 2. Maloy, O.C., Murray, T.D., eds. John Wiley and Sons, New York, USA, 713-715 pp.
Krid, S., Rhouma, A., Mogou, I., Quesada, J.M., Nesme, X., Gargouri, A. 2010. Pseudomonas savastanoi endophytic bacteria in olive tree knots and antagonistic potential of strains of Pseudomonas fluorescens and Bacillus subtilis. J. Plant Pathol. 92: 335-341.
Krid, S., Triki, M.A., Gargouri, A., Rhouma, A. 2012. Biocontrol of olive knot disease by Bacillus subtilis isolated from olive leaves. Ann. Microbiol. 62: 149-154.
Lavermicocca, P., Lonigro, S.L., Valerio, F., Evidente, A., Visconti, A. 2002. Reduction of olive knot disease by a bacteriocin from Pseudomonas syringae pv. ciccaronei. App. Environ. Microbiol. 68: 1403-1407.
Licciardello, G., Mosca, A., Di Silvestro, S., Puglisi, D., Russo, M.P., Catara, V., Caruso, P. 2023. Cultivar susceptibility to olive knot disease and association with endophytic microbiota community. Agronomy 13: 468.
MAGRAMA. 2012. Reglamento Técnico de Control y Certificación de Plantas de Vivero de Frutales. Anexo IX, Madrid, 45-46 pp.
Maldonado-González, M.M., Prieto, P., Ramos, C., Mercado-Blanco, J. 2013. From the root to the stem: interaction between the biocontrol root endophyte Pseudomonas fluorescens PICF7 and the pathogen Pseudomonas savastanoi NCPPB 3335 in olive knots. Microbial Biotech. 6: 275-287.
Marchi, G., Cinelli, T., Surico, G. 2011. A review on Pseudomonas savastanoi genetic traits involved in disease development and symptom induction. En: Olive diseases and disorders. Schena, L., Agosteo, G.E., Cacciola, S.O. (eds.). Transworld Research Network, Kerala, India, 117-141 pp.
Mina, D., Pereira, J.A., Lino-Neto, T., Baptista, P. 2020a. Screening the olive tree phyllosphere: search and find potential antagonists against Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. Front Microbiol. 11: 2051.
Mina, D., Pereira, J.A., Lino-Neto, T., Baptista, P. 2020b. Impact of plant genotype and plant habitat in shaping bacterial pathobiome: A comparative study in olive tree. Sci. Rep. 10: 3475.
Miranda Fuentes, P., Roca, L.F., Trapero, A. 2016. Evaluación de nuevas estrategias para el control de la tuberculosis del olivo. TFM, Máster en Ingeniería Agronómica, Universidad de Córdoba, 175 pp.
Mirik, M., Aysan, Y., Sahin, F. 2011. Characterization of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi strains isolated from several host plants in Turkey and report of fontanesia as a new host. J. Plant Pathol. 93: 263-270.
Nguyen, K.A., Förster, H. Adaskaveg, J.E. 2018a. Efficacy of copper and new bactericides for managing olive knot in California. Plant Dis. 102: 892-898.
Nguyen, K.A., Förster, H. Adaskaveg, J.E. 2018b. Genetic diversity of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in California and characterization of epidemiological factors for olive knot development. Plant Dis. 102: 1718-1724.
Panagopoulos, C.G. 1993. Olive knot disease in Greece. EPPO Bull. 23: 417-422.
Pannucci, E., Caracciolo, R., Romani, A., Cacciola, F., Dugo, P., Bernini, R., Varvaro, L., Santi, L. 2019. An hydroxytyrosol enriched extract from olive mil wastewaters exerts antioxidants activity and antimicrobial activity on Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi and Agrobacterium tumefaciens. Nat. Prod. Res. 9: 1-8.
Penyalver, R., García, A., Ferrer, A., Bertolini, E., Quesada, J.M., Salcedo, C.I., Piquer, J., Pérez-Panadés, J., Carbonell, E.A., del Río, C., Caballero, J.M., López, M.M. 2006. Factors affecting Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi plant inoculations and their use for evaluation of olive cultivar susceptibility. Phytopathology 96: 313-319.
Quesada, J.M., Penyalver, R., Pérez-Panadés, J., Salcedo, C.I., Carbonell, E.A., López, M.M. 2010. Comparison of chemical treatments for reducing epiphytic Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations and for improving subsequent control of olive knot disease. Crop Protection 29: 1413-1420.
Quesada, J.M., Penyalver, R., López, M.M. 2012. Epidemiology and control of plant diseases caused by phytopathogenic bacteria: the case of olive knot disease caused by Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Plant Pathology. Cumagun, C.J., ed. InTech, 299-326 pp.
Rallo, L., Barranco, D., Caballero, J.M., Del Río, C., Martín, A., Tous, J., Trujillo, I. (eds.). 2005. Variedades de olivo en España. Coedición Junta de Andalucía, MAPA y Mundi-Prensa, Madrid, 478 pp.
Ramos, C., Matas, I.M., Bardaji, L., Aragón, I.M., Murillo, J. 2012. Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi: some like it knot. Mol. Plant Pathol. 13: 998-1009.
Roca, L.F., Miranda de Fuentes, P., Trapero, A. 2014. Eficacia de los productos cúpricos en el control de la tuberculosis del olivo. Vida Rural 385: 4-8.
Salman, M., Greenhut, R., Preece, J., Ferguson, L., Kluepfel, D. 2020. Field evaluation of olive (Olea europaea) genotypes for resistance to Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. J. Plant Pathol. 102: 663–670.
Schroth, M.N., Osgood, J.W., Miller, T.D. 1973. Quantitative assessment of the effect of the olive knot disease on olive yield and quality. Phytopathology 63: 1064-1065.
Scortichini, M., Rossi, M.P., Salerno, M. 2004. Relationship of genetic structure of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations from Italian olive trees and patterns of host genetic diversity. Plant Pathology 53: 491-497.
Sisto, A., Cipriani, M.G., Morea, M. 2004. Knot formation caused by Pseudomonas syringae subsp. savastanoi on olive plants is hrp-dependent. Phytopathology 94: 484-489.
Surico, G., Marchi, G. 2011. Olive knot disease. En: Olive diseases and disorders. Schena, L., Agosteo, G.E., Cacciola, S.O. (eds.). Transworld Research Network, Kerala, India, 89-116 pp.
Teviotdale, B.L., Krueger, B. 1998. Olive knot control and assessment of copper resistance in Pseudomonas savastanoi. KAC Plant Protection Quarterly 8:1-4.
Tjamos, E.C., Graniti, A., Smith, I.M., Lamberti, F. 1993. Conference on olive diseases. EPPO Bulletin 23: 365-550. Trapero, A. 2007. Densidad de plantación y enfermedades del olivar. Mercacei 51: 210-213.
Trapero, A., López-Escudero, F.J., Blanco, M.A. 2017. Enfermedades. En: El cultivo del olivo. Barranco, D., Fernández-Escobar, R., Rallo, L. (eds.). Mundi-Prensa, Madrid, 733-798 pp.
Trapero, A., Roca, L.F., Segura, R., Luque, F., Romero, J., Raya, M.C., López-Moral, A., Agustí-Brisach, C. 2021. Hacia el control biológico de las enfermedades aéreas del olivar. Vida Rural 504: 60-66.
Valverde, P., Zucchini, M., Polverigiani, S., Lodolini, E.M., López-Escudero, F.J., Neri, D. 2020. Olive knot damages in ten olive cultivars after late-winter frost in central Italy. Sci. Hortic. 266: 109274.
Varvaro, L., Martella, L. 1993. Virulent and avirulent isolates of Pseudomonas syringae subsp. savastanoi as colonizers of olive leaves: evaluation of possible biological control of the olive knot pathogen. EPPO Bulletin 23: 423-427.
Varvaro, L., Surico, G. 1978. Behaviour of different olive (Olea europaea L.) cultivars to inoculation with Pseudomonas savastanoi (EF Smith) Stevens. Phytopathol. Mediterr. 17: 174–177.
Young, J.M. 2004. Olive knot and its pathogens. Australasian Plant Pathology 33: 33-39.
